1. Separación por solubilidad
1.1. Este tipo de separaciones utilizan la diferente solubilidad de varios solutos en un mismo disolvente
1.1.1. Extracción por disolventes
1.1.1.1. Extracción de Lipidos, mediante una mezcla de cloroformo y metanol. Los lípidos se disuelven en cloroformo, después se elimina el cloroformo por evaporación, y se recuperan los lípidos.
1.1.1.2. Extracción de Ácidos Nucleicos, se añade una solución de lisis (degrada proteínas y ARN), centrifugamos y retiramos el precipitado. Obtenemos una fase acuosa donde está el ADN genómico, añadimos etanol y centrifugamos, obteniendo precipitado el ADN de gran pureza
1.1.1.3. Extracción de Glúcidos: Se puede realizar mediante diferentes técnicas que logran eliminar las proteínas, ácidos nucleicos y lípidos presentes.
1.1.1.4. Extracción de Proteinas: Se realiza con técnicas de centrifugación para separar las proteínas solubles de las unidas a membranas; seguidamente se aplican métodos como la precipitación salina, que logra una separación de proteínas concretas.
1.1.2. Cromatografia
1.1.2.1. Se basan en la diferente interacción de las moléculas que la forman con una sustancia. Se encarga de determinar la concentración e identidad de los componentes de una mezcla. Consiste en colocar la muestra sobre un soporte (fase estacionaria), y sumergirla en un disolvente adecuado (fase líquida). Los componentes de la muestra migrarán por el soporte según su afinidad a la fase líquida o a la estacionaria, de forma que se obtiene una separación visible sobre el soporte.
2. Separación a partir de propiedades electroquimicas
2.1. Las electroforesis son técnicas de separación de mezclas para su caracterización, basadas en la diferencia de movilidad en un campo eléctrico de las moléculas que las forman.
2.1.1. Componentes Básicos
2.1.1.1. Fuente de Alimentación Eléctrica: Suministra la diferencia de potencial necesaria para que migren los componentes de la mezcla, tiene que estar en posición horizontal y nivelada.
2.1.1.2. Cubeta consta de dos recipientes en los que se deposita la solución tampón. También es necesario un puente sobre el cual se coloca el soporte. Los recipientes llevan conectados los electrodos, que crean una diferencia de potencial entre ambos.
2.1.1.3. Soporte, que es la matriz donde se deposita la muestra que se va a analizar, y se coloca sobre el puente, de forma que sus extremos estén en contacto con la solución tampón de los recipientes de la cubeta.
2.1.2. Principales Técnicas de Electroforesis
2.1.2.1. Electroforesis en cellogel. es un método semicuantitativo de análisis de proteínas plasmáticas.
2.1.2.2. Electroforesis en gel de Agarosa, agarosa es el soporte que utilizamos para separar fragmentos de ADN. La separación de ácidos nucleicos se puede realizar también en geles de poliacrilamida.
2.1.2.3. Electroforesis en gel de poliacrilamida, se utiliza mayoritariamente para la separación de proteínas. También se usas para pequeños fragmentos de ADN, así como para la mayoría de los ARN.
2.1.2.4. Electroenfoque, consigue separar proteínas que difieren 0,001 unidades de pH; esta capacidad se denomina efecto polarizante. Por contra, el desarrollo de esta técnica es complejo que otras.
2.1.2.5. Electroforesis Bidimensional, es una sucesión de dos electroforesis distintas realizadas sucesivamente sobre la misma muestra, se consigue la obtención de sustancias puras.
2.1.2.6. Electroforesis en campos pulsantes, consigue la separación de grandes fragmentos de ADN induciendo su reorientación mediante cambios periódicos en el campo eléctrico. La duración de los cambios periódicos determina el intervalo de los tamaño que se pueden separar.
2.1.2.7. Inmunoelectroforesis es una combinación de una electroforesis en geles de agarosa seguidos de una inmunodifusión
2.1.2.8. Electroforesis Capilar es una técnica muy versátil, ya que se puede emplear para separar cualquier tipo de compuesto siempre y cuando se elija bien el detector.
3. Separación a partir de propiedades físicas
3.1. La filtración es un método mecánico de separación de suspensiones en función del tamaño de las partículas.
3.1.1. Filtración por Gravedad
3.1.1.1. Consiste en verter el liquido sobre el papel de filtro, el liquido va a atravesando el filtro y cae al recipiente. La fracción sólida queda recogida en el filtro.
3.1.2. Filtración por Vacío
3.1.2.1. La filtración por vacío consiste en colocar el disco de papel al embudo, este, lo acoplamos al matraz kitasato. El matraz lo acoplamos a una bomba de vacío, esto hará un efecto succión que es útil para recuperar el sólido de una filtración.
3.1.3. Filtración Esterilizante
3.1.3.1. Es un tipo de esterilización que se utiliza para eliminar microorganismos de líquidos que son termolábiles (sensibles al calor). Consiste en hacer pasar el líquido por filtros con poros suficientemente pequeños para que pase el líquido pero no los microorganismos (filtros de membrana). La filtración puede hacerse con ayuda de una jeringa o una bomba de vacío para forzar el paso del líquido.
3.1.3.1.1. Tipos de Filtros
3.2. Decantación es un método mecánico de separación de mezclas heterogéneas sólido-líquido (suspensiones) o líquido-líquido (emulsiones) en función de la densidad de sus componentes, gracias a la acción de la gravedad.
3.2.1. Una decantación de suspensiones simplemente es dejándolas en reposo un tiempo suficiente. Una vez que el sólido ha sedimentado en el fondo, recuperaremos con mucho cuidado el líquido usando una pipeta Pasteur, y lo verteremos en otro recipiente, cuidando de no arrastrar ningún material sólido.
3.3. Centrifugación, es un método mecánico de separación de mezclas heterogéneas sólido-líquido (suspensiones) o líquido-líquido (emulsiones) en función de la densidad de sus componentes, gracias a la acción de la fuerza centrífuga.
3.3.1. Constan con un rotor que gira alrededor de un eje central, este contiene unas fundas en las que se colocan los tubos con la mezcla que se va a centrifugar. El rotor gira a una determinada velocidad y la fuerza centrífuga generada hace que las partículas de las muestras colocadas en los porta tubos del rotor se alejen del eje de rotación en forma radial.
3.3.1.1. Según velocidad de centrifugación
3.3.1.1.1. Centrifugas de Sobremesa: Son centrífugas de pequeño tamaño, que alcanzan velocidades de entre 4000 y 15000 rpm. Son útiles para la separación de suspensiones con partículas grandes.
3.3.1.1.2. Centrifugas de alta velocidad: Alcanzan velocidades de giro de entre 18000 y 25000 rpm. Son útiles para separar suspensiones de partículas muy pequeñas.
3.3.1.1.3. Ultracentrífugas: Giran a velocidades altísimas, a partir de 50000 rpm. Permiten separar y estudiar estructuras subcelulares
3.3.1.2. Según el tipo de rotor
3.3.1.2.1. Flotante: . El rotor al girar, coloca los tubos en una posición de 90º respecto al eje, se usan para volúmenes pequeños de muestra. Los componentes más pesados se situarán en el fondo del tubo y así sucesivamente.
3.3.1.2.2. Vertical: El rotor es un cilindro en el que se colocan los tubos en vertical, se usan para volúmenes grandes de muestra y centrifugaciones rápidas. La sedimentación se produce de forma lateral, es decir, el componente más pesado en el lateral más alejado del rotor
3.3.1.2.3. Angular: En el rotor se colocan los tubos en un ángulo fijo, se usan para volúmenes grandes de muestra. La separación se produce con un doble componente, hacia el fondo y hacia el lateral del tubo.
3.3.1.3. Según su función
3.3.1.3.1. Microcentrifugas: Son de pequeño tamaño, pero alcanzan las velocidades más altas, se utilizan para volúmenes muy pequeños de muestra, por lo que los tubos que permiten son muy pequeños.
3.3.1.3.2. Citocentrifugas: Se usan para acelerar la sedimentación de células sobre un portaobjetos.
3.3.1.3.3. Microhematocrito: Especialmente diseñadas para centrifugar un capilar de sangre total a alta velocidad y obtener el hematocrito sanguíneo. Están en desuso.
3.3.2. Tiene como principales aplicaciones: Obtención de Leucocitos, Fraccionamiento subcelular, Concentración de células y Extracción de biomoléculas.