CLASIFICACIÓN DE LOS MÉTODOS PARASITOSCÓPICOS

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CLASIFICACIÓN DE LOS MÉTODOS PARASITOSCÓPICOS por Mind Map: CLASIFICACIÓN DE LOS MÉTODOS PARASITOSCÓPICOS

1. Métodos coproparasitoscópicos

1.1. Estudio de la materia fecal, detección de formas y fragmentos de parásitos.

1.1.1. Se clasifican en :

1.1.1.1. Métodos CPS cualitativos

1.1.1.1.1. CPS directo o CPS en fresco

1.1.1.1.2. CPS de concentración

1.1.1.2. Métodos CPS cuantitativos

1.1.1.2.1. Permiten conocer el número de helmintos

1.1.1.2.2. Uncinarias, Strongyloides stercoralis, Hymenolepis nana, Ascaris lumbricoides.

2. Métodos serológicos

2.1. Técnicas que detectan la presencia de inmunoglobulinas específicas antiparasitarias en el suero del paciente.

2.1.1. Hemaglutinación indirecta: HAI

2.1.1.1. Se percibe un conglomerado.

2.1.1.1.1. Se basa en la propiedad que tienen los anticuerpos ( anti-T. cruzi) de producir aglutinación específica en presencia de glóbulos rojos sensibilizados con los correspondientes antígenos.

2.1.2. Doble difusión:DD. Contrainmunoelectroforesis:CIEF.

2.1.2.1. Se percibe un precipitado.

2.1.2.1.1. Técnica diagnóstica que permite la detección de un antígeno.

2.1.3. Fijación de complemento: FC.

2.1.3.1. Ausencia de hemólisis.

2.1.3.1.1. Mide la cantidad de anticuerpos consumidores de complemento (o que lo fijan) de una muestra de suero o líquido cefalorraquídeo.

2.1.4. Enzyme-linkedinmunosorbentassay: ELISA

2.1.4.1. Conjugados enzimáticos.

2.1.4.1.1. Examen de laboratorio comúnmente usado para detectar anticuerpos en la sangre.

2.1.5. Inmunofluorescencia directa e indirecta: IFD e IFI.

2.1.5.1. Fluorescentes para visualizar la reacción antígeno-anticuerpo.

2.1.5.1.1. Se basa en la unión de Acs presentes en el suero Ags parasitarios de membrana, que han sido fijados a un portaobjeto de vidrio.

2.1.6. Western Blot: WB

2.1.6.1. Revelar la reacción con conjugados enzimáticos.

2.1.6.1.1. Es una técnica de laboratorio utilizado para detectar una proteína específica en una muestra de sangre o tejido.

2.1.7. Polimerasechainreaction: PCR.

2.1.7.1. Amplificar la señal de interes.

2.1.7.1.1. Se mejora hasta en 100 veces.

3. Métodos especiales

3.1. Método del tamizado

3.1.1. Diagnóstico de teniosis, útil para ascariosis y tricocefalosis.

3.1.1.1. Se basa en la característica que tienen las tenias de eliminar fragmentos del parásito adulto con las heces.

3.1.1.1.1. Se pueden buscar en las heces haciendo un lavado de estas con agua de la llave y usando tres mallas de alambre de diferente calibre.

3.2. Método de Graham

3.2.1. Diagnóstico de enterobiasis u oxiuriasis, útil para teniasis, ascariasis y tricocefalosis.

3.2.1.1. Recuperación de huevecillos utilizando diurex, con el adhesivo hacia fuera y se soporta en un abate lenguas el cual se hace pasar por los pliegues anales.

3.2.1.1.1. Posteriormente se pega el diurex en un portaobjeto y se observa al microscopio.

3.3. Cápsula de Beal o duodenal

3.3.1. Diagnóstico de giardiasis, útil para uncinariasis, estrongiloidosis y fasciolosis.

3.3.1.1. Se basa en la característica de Giardia lamblia de fijarse a la mucosa duodenal.

3.3.1.1.1. Con ayuda de una cápsula de gelatina conteniendo un hilo blanco trenzado de algodón o nailon, fijado a una esferita de plomo, se recupera líquido duodenal.

3.4. Sondeo duodenal

3.4.1. Se utiliza una sonda, introduciéndola vía oral y aspirando el líquido duodenal.

3.4.1.1. Tiene la misma utilidad y función que la cápsula de Beal.

3.5. Método de Baermann

3.5.1. Diagnóstico de estrongiloidosis, útil para uncinariosis.

3.5.1.1. En un soporte se coloca un embudo con llave y con agua caliente a 50ªC.

3.5.1.1.1. Las heces se colocan en una malla y en contacto con el agua, se abre la llave del embudo y se recupera el agua, donde se hará la búsqueda de las larvas.

3.6. Método de Harada-Mori

3.6.1. Recuperación y diferenciación de necátor americanus, Ancylostoma duodenalis y de Strongyloides stercolaris.

3.6.1.1. Se basa en un hidrotropismo de las larvas.

3.6.1.1.1. En una tira de papel filtro se unta una pequeña cantidad de heces.

3.7. Medios de cultivo

3.7.1. Diagnóstico de amibiasis y giardiasis.

3.7.1.1. Generalmente son medios difásicos.

3.7.1.1.1. En la fase líquida se inoculan las heces, se deja incubar de 24-72hrs a 37ªC.

3.8. Rectosigmoidoscopia:

3.8.1. Instrumento metálico de 30cm, se introduce en el recto del paciente que debe estar en una posición genupectoral y con anestecia local.

3.8.1.1. Además de recuperar heces directamente del recto, se pueden hacer biopsias de las lesiones y observaciones macroscópicas de las mismas.

4. Otros

4.1. CPS Ritchie

4.1.1. Muestra: materia fecal.

4.1.1.1. Huevos de Fasciola sp, huevos de Taeniasp, ascariasis, trichuriasis, strongyloidosis, giardiasis.

4.1.1.1.1. Se utiliza una solución de formalina al 10% la cual sirve para fijar formas parasitarias y el éter para liberarlas.

4.2. CPS Sheater

4.2.1. Muestra: heces formadas, blandas con conservador.

4.2.1.1. Criptosporidiasis.

4.2.1.1.1. Se basa en la flotación de quistes, ooquistes y huevos de parásitos en una solución de azúcar que posee mayor densidad que ellos.

4.3. Frotis sanguíneo y gota gruesa

4.3.1. Muestra: sangre capilar o venosa.

4.3.1.1. Paludismo, tripanosomiasis.

4.3.1.1.1. Se utiliza sangre periférica obtenida mediante punción en el pulplejo con lanceta.

4.4. Xenodiagnóstico

4.4.1. Muestra: sangre, músculo.

4.4.1.1. Tripanosomiasis americana, triquinosis.

4.4.1.1.1. Consiste en colocar en la espalda o antebrazo del paciente al transmisor (insectos triatomídeos, estos se alimentan de la sangre del paciente)

4.5. Impronta (frotis por oposición)

4.5.1. Muestra: úlceras o lesiones en piel.

4.5.1.1. Leishmaniasis.

4.5.1.1.1. Consiste en utilizar una pequeña porción del tejido por investigar, con el que se hace la impresión en portaobjetos.