TECNICAS DE LABORATORIO PARA VIRUS

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TECNICAS DE LABORATORIO PARA VIRUS by Mind Map: TECNICAS DE LABORATORIO PARA VIRUS

1. IDENTIFICACION

1.1. INMUNOFLUORESCENCIA

1.1.1. Definicion: técnica basada en los principios de otras reacciones inmunologicas donde participan Ag-Ac, cuando el conjugado entra en contacto con el Ag en el tejido o frotis. Se puede observar con microscopio de fluorescencia y permite su visualización.

1.1.2. Uso: determina la cantidad de células en frotis, antes de la fijación para tener la seguridad de que el numero de células es la adecuada para la interpretación de los resultados sea correcta

1.1.3. Ventajas

1.1.3.1. 1. Resultados en pocas horas

1.1.3.2. 2. Metodo muy especifico y sensible

1.1.4. Desventajas

1.1.4.1. 1. Detecta Ag especificos por lo que se puede perder el diagnostico de una infeccion mixta

1.1.4.2. 2. No se detectaria un nuevo virus que puede aparecer en la comunidad

1.1.5. Ilustración

1.2. INMUNOPEROXIDASA

1.2.1. Definición: técnica inmunoenzomatica que fue la extensión de otras técnicas de marcaje de Ac con sustancias como fluoresceina y otras

1.2.2. Uso: detección de Ag virales en muestras clínicas, biopsias, raspados de lesiones, secreciones corporales. Detección e identificación de Ag virales en cultivos celulares. Serologia

1.2.3. Ventajas

1.2.3.1. 1. La reaccion Ag-Ac se detecta con micros, corriente de luz y no necesita luz UV.

1.2.3.2. 2. La mayoría de las preparaciones son permanentes, lo que permiten revisar preparaciones antiguas

1.2.3.3. 3. La inmunoperoxidasa no tiene problemas de autofluorescencia o fluorescencia inespecifica en las preparaciones

1.2.4. Desventajas

1.2.4.1. 1. Utiliza microscopio óptico convencional

1.2.5. Ilustración

1.3. WESTERN BLOTTING

1.3.1. Definición: es la metodología mas empleada para la confirmación de los resultados obtenidos con pruebas de screening. Permite identificar sobre que antígenos virales se dirigen los anticuerpos de la muestra de sangre que analizamos.

1.3.2. Uso

1.3.2.1. Se utiliza para el estudio de VIH, VHC, VHE.

1.3.3. Ventajas

1.3.3.1. 1. Mucho mas rápido ya que solo se utiliza un Ac (Directo)

1.3.3.2. 2. Alta sensibilidad ya que cada Ac primario posee numerosos epitopos a lo que puede unirse el Ac secundario, lo que permite la amplificación de la señal (Indirecto)

1.3.3.3. 3. Hay disponibles comercialmente una gran variedad de Ac secundarios marcados (Indirecto)

1.3.4. Desventajas

1.3.4.1. 1. Elevado coste económico

1.3.4.2. 2. Requerimiento de tiempo prolongado y personal adiestrado

1.3.4.3. 3. Variabilidad en la reactividad de las bandas

1.3.4.4. 4. Condicones tecnicas del ensayo

1.3.4.5. 5. Diferente valor predictivo diagnostico de la banda y criterios del lector

1.3.4.6. 6. Producción de reaccción cruzada con el Ac secundario con lo que se obtiene marcajes inespecifricos

1.3.4.7. Ilustración

2. AISLAMIENTO

2.1. CULTIVOS CELULARES

2.1.1. Definición: técnica estándar de oro para la detección de un virus. Debido a que hay virus que son comensales de algunos sitios anatómicos, los cuales pueden ser aislados sin ser la causa de alguna patología, como en el caso de los enterovirus en heces. También para virus oportunistas, los cuales se activan cuando hay otras infecciones

2.1.2. Uso

2.1.2.1. Se utiliza para la produccion de biofarmacos, junto con la estandarizacion de algunos protocolos que facilitan su manejo y a permitido grandes avances en la busqueda de nuevas curas a enfermedades que se creian incurables

2.1.3. Ventajas

2.1.3.1. 1. La mayoría de las lineas celulares requieren para su buen desarrollo de suplementos en el medio que se cultivan, ejemplo: suero; provee infinidad de elementos como las hormonas

2.1.3.2. 2. Permiten someter a las mismas células a una baja y definida concentración de reactivos asegurando un acceso directo en ella, lo que ahorra un 90% lo requerido para la inyección del reactivo en vivo, su excreción y su posterior distribución a los tejidos en estudio

2.1.4. Desventajas

2.1.4.1. 1. Se dificulta relacionar las células cultivables con las células funcionales ubicadas en el tejido del cual son derivadas

2.1.4.2. 2. Suelen presentarse problemas de inestabilidad genetica cuando se realizan varios pasos de cultivos, de celulas no transformada, donde va a originar una gran heterogeneidad en el crecimiento de las celulas y en su diferenciacion

2.1.5. Ilustraciòn:

2.2. EMBRION DE POLLO

2.2.1. Definición: técnica que utiliza huevos embrionados, pueden inocularse utilizando diferentes métodos de acuerdo al agente que se pretende estudiar.

2.2.2. Uso

2.2.2.1. Segun el metodo se puede diferenciar el herpes simple de otros virus de la influenza.

2.2.3. Ventajas

2.2.3.1. 1. Costo relativamente bajo

2.2.3.2. 2. Ofrece un medio esteril y practicamente libre de anticuerpos

2.2.4. Desventajas

2.2.4.1. 1. Presenta baja susceptibilidad a la mayoria de los virus humanos

2.2.5. Ilustraciones

2.3. ANIMALES

2.3.1. Definicion: metodo de gran sensibilidad para algunos agentes virales que consiste en poner en contacto el material sospechosos, con cultivos celulares susceptibles, para que el virus se multiplique y pueda detectarse su presencia por efecto citopatico

2.3.2. uso

2.3.2.1. Animal mas utilizado; ratón blanco. Se utiliza en adultos y en recién nacidos. Se usa en estudios de virus neurotropicos, como virus de coxsackie y algunos arbovirus

2.3.3. Ventajas

2.3.3.1. 1. Permite aislar virus que no crecen en otro sistema de cultivo o son sistemas mas sensibles

2.3.3.2. 2. Sirven como modelos para estudiar patogenesis viral.

2.3.3.3. 3. Son los medios para estudiar el efecto de antivirales

2.3.3.4. 4. Permite la absorción de vacunas contra algunos virus como; sarampión, rabia y fiebre amaría

2.3.4. Desventajas

2.3.4.1. 1. Pueden ser portadores de virus que producen infecciones latentes

2.3.4.2. 2. El costo de mantener colonias sanas, bien alimentadas y la infraestructura necesaria para mantener los animales sanos y enfermos separadamente

2.3.4.3. 3. Los virus pueden crecer en hospederos diferentes de edades diferentes, por lo que se necesitan mantener varias especies

2.3.4.4. Ilustracion

3. CULTIVOS

3.1. CULTIVOS CELULARES PRIMARIOS

3.1.1. Definición: método que se derivan de tejidos frescos que han sido digeridos enzimáticamente con tripsina u otras proteasas, para liberar células individuales.

3.1.2. Uso

3.1.2.1. Estudio de células específicas, cómo crecen, qué necesitan para su crecimiento, cómo y cuando dejan de crecer, como es su bioquímica

3.1.2.2. Investigaciones sobre el ciclo celular, el control del crecimiento de células tumorales y la modulación de la expresión genética

3.1.2.3. Búsqueda de modelos experimentales para estudios de la biología del desarrollo y la diferenciación celular

3.1.3. Ventajas

3.1.3.1. 1. Condiciones in vitro las células de los cultivos primarios raramente pueden dividirse, o se dividen a una velocidad muy baja.

3.1.3.2. 2. A pesar del tiempo limitado del cultivo, son ideales para el aislamiento de algunos virus

3.1.4. Desventajas

3.1.4.1. 1. Raramente sobreviven más allá del vigésimo pase in vitro

3.1.4.2. 2. Tiempo de vida limitado

3.1.5. Ilustraciòn

3.2. CULTIVOS CELULARES CONTINUOS

3.2.1. Definición: se derivan de tejidos normales o neoplásicos y se caracterizan por su habilidad para ser propagados in vitro indefinidamente

3.2.2. Uso

3.2.2.1. Estudio de virus como Adenovirus, Echovirus, virus de la poliomelitis, virus coxackie B, virus de la parainfluenza, virus de las paperas, virus respiratorio sincitial, ect.

3.2.2.2. Inserción de genes extraños en las células receptoras (animales transgénicos)

3.2.3. Ventajas

3.2.3.1. 1. Facilitan la propagación a gran escala de algunos virus para vacunas e investigación

3.2.3.2. 2. Pueden aislarse de forma esporádica e impredecible algunos otros virus en este tipo de cultivos celulares

3.2.4. Desventajas

3.2.4.1. 1. No son tan sensibles como las otras para propagación viral

3.2.5. Ilustraciòn