MUESTRAS NATURALES

1. MUESTRAS RESPIRATORIAS

1.1. EXUDADO FARÍNGEO

1.1.1. RECOGIDA DE LA MUESTRA

1.1.1.1. Bajo visión directa.

1.1.1.2. Ayudado de un depresor lingual.

1.1.1.3. Pasos.

1.1.1.3.1. Rodamos el hisopo sobre

1.1.1.4. Según determinaciones analíticas.

1.1.1.4.1. Cultivo habitual

1.1.1.4.2. Sospecha de Bordetella pertussis

1.1.1.4.3. Cultivo de Neisseria gonorrhoeae

1.1.1.4.4. Cultivo de virus

1.1.2. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN DE LA MUESTRA

1.1.2.1. Bacterias/hongos

1.1.2.1.1. ≤ 24 h, a temperatura ambiente.

1.1.2.2. S.Pyogenes

1.1.2.2.1. ≤ 72 h, 2-8 º C.

1.1.3. PROTOCOLO DE LABORATORIO

1.1.3.1. Pasos

1.1.3.1.1. Sembrar en una placa agar Columbia sangre.

1.1.3.1.2. Incubar 48 h a 37 º C, en una atmósfera anaerobia.

1.1.3.1.3. Tinción de Gram.

1.1.3.1.4. Visualización al microscopio.

1.1.3.1.5. Siembra agar Martín-Lewis.

1.1.4. POSIBLES MICROORGANISMOS

1.1.4.1. Estreptococo beta hemolítico.

1.1.4.2. Streptococcus pyógenes.

1.1.4.3. H. influenzae.

1.1.4.4. S. pneumoniae.

1.1.4.5. Mycobacterium catarrhalis.

1.1.4.6. Candida albicans.

1.1.4.7. Neisseria meningitidis.

1.2. ESPUTO

1.2.1. RECOGIDA DE LA MUESTRA

1.2.1.1. Muestra para cultivo

1.2.1.1.1. Lavar y enjuagar boca.

1.2.1.1.2. Expectoración profunda matinal.

1.2.1.1.3. Recoger en el envase la mayor cantidad.

1.2.1.1.4. Cerrar herméticamente el envase.

1.2.1.1.5. Identificar muestra.

1.2.1.2. Muestra para micobacterias

1.2.1.2.1. Lavar y enjuagar boca.

1.2.1.2.2. Expectoración profunda matinal.

1.2.1.2.3. Cerrar herméticamente el envase.

1.2.1.2.4. Identificar muestra.

1.2.1.2.5. Recoger 3 esputos de 3 días diferentes

1.2.2. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN DE LA MUESTRA

1.2.2.1. Conservar refrigerado hasta su entrega.

1.2.3. PROTOCOLO DE LABORATORIO

1.2.3.1. Observación macroscópica.

1.2.3.2. Homogeneizar o tomar la parte más purulenta.

1.2.3.3. Extender uniformemente sobre portaobjetos.

1.2.3.4. Tinción Gram / Zielh Neelsen.

1.2.3.5. Observar al microscopio.

1.2.3.6. Sembrar en medio

1.2.3.6.1. Según bacteria.

1.2.4. POSIBLES MICROORGANISMOS

1.2.4.1. Hamophius influenzaoe

1.2.4.1.1. MEDIO

1.2.4.2. Estreptococcus pneuminioe

1.2.4.2.1. MEDIO

1.2.4.3. Morazella catarrhalis

1.2.4.3.1. MEDIO

1.2.4.4. Enterobacterias

1.2.4.4.1. MEDIO

1.2.4.5. Bacilos Gram -

1.2.4.5.1. MEDIO

1.2.4.6. Bacilos Gram - no fermentadores

1.2.4.6.1. MEDIO

1.2.4.7. Staphylococcus aureus

1.2.4.7.1. MEDIO

1.3. EXUDADO NASAL

1.3.1. RECOGIDA DE LA MUESTRA

1.3.1.1. Introducir el hisopo mínimo 1 cm en la fosa nasal.

1.3.1.2. Girar suavemente contra la mucosa de la superficie.

1.3.1.3. Mantenerlo de 10-15 segundos y extraer.

1.3.1.4. Introducirlo en el tubo como medio de transporte.

1.3.2. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN DE LA MUESTRA

1.3.2.1. Se mantiene a temperatura ambiente.

1.3.2.2. Entrega al laboratorio

1.3.2.2.1. ≤ 2 h.

1.3.2.2.2. Límite 24 h.

1.3.3. PROTOCOLO DE LABORATORIO

1.3.3.1. Cultivos en agar sangre y agar manitol.

1.3.3.2. Siembra en superficie.

1.3.3.3. Incubar 24 h a37º C.

1.3.4. POSIBLES MICROORGANISMOS

1.3.4.1. Streptococcus viridans.

1.3.4.2. Staphylococcus aureus.

1.3.4.3. Staphylococcus coagulasa negativa.

1.3.4.4. Corynebacterium sp.

2. EXUDADO VAGINAL

2.1. RECOGIDA DE LA MUESTRA

2.1.1. Recomendaciones

2.1.1.1. Finalizar la menstruación.

2.1.1.2. Abstenerse de relaciones sexuales.

2.1.1.3. Lavarse con agua y jabón.

2.1.1.4. No usar tratamientos tópicos.

2.1.2. Pasos

2.1.2.1. Se introduce un escobillón estéril en la vagina.

2.1.2.2. Se recoge la muestra del saco posterior.

2.1.2.3. Se introduce el escobillón en el medio de transporte.

2.2. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN DE LA MUESTRA

2.2.1. Transporte inmediato.

2.2.2. Se puede mantener a 4ºC o temperatura ambiente.

2.2.3. Nunca refrigerarla si hay infección gonocócica.

2.2.4. Tiempo máxima de procesamiento es de 24h.

2.3. PROTOCOLO DE LABORATORIO

2.3.1. Examen microscópico

2.3.1.1. Se utiliza para diagnosticar vaginosis bacteriana

2.3.1.1.1. Se hace una extensión en portaobjetos y una tinción Gram

2.3.1.1.2. Luego se realiza un recuento

2.3.2. Cultivo

2.3.2.1. Medios

2.3.2.1.1. Agar sangre en atmósfera de CO2

2.3.2.1.2. Agar chocolate en atmósfera de CO2

2.3.2.1.3. McConkey

2.3.2.1.4. Agar Granada (1/4 en placa) en anaerobiosis o con cubreobjetos.

2.3.2.1.5. Thayer Martin o New York City en atmósfera de CO2

2.3.2.1.6. Medio para Granderella en atmósfera de CO2

2.3.2.1.7. Sabouraud con antibiótico

2.3.2.1.8. Caldo para cultivo de Trichomonas vaginalis

2.3.2.1.9. Agar A8

2.4. POSIBLES MICROORGANISMOS

2.4.1. Bacilo inmóvil, Gram -

2.4.1.1. Gardenerella vaginitis.

2.4.2. Levadura

2.4.2.1. Candida spp.

2.4.3. Coco, Gram +

2.4.3.1. Steptococcus agalactiae (SGB).

2.4.4. Protozoo, flagelado, móvil

2.4.4.1. Trichomonas vaginalis.

2.4.5. Diplococos, Gram negativo

2.4.5.1. Neisseria gonorrhoeae.

3. MUESTRAS DE LÍQUIDOS ESTÉRILES

3.1. LÍQUIDO CEFALORRAQUÍDEO

3.1.1. RECOGIDA DE LA MUESTRA

3.1.1.1. Punción percutánea lumbar entre las vertebras L3-L4 o L4-L5.

3.1.1.2. Mayor cantidad de líquido posible.

3.1.2. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN DE LA MUESTRA

3.1.2.1. Enviar rápidamente

3.1.2.1.1. Aunque se puede mantener a 4ºC.

3.1.2.2. Mantener condiciones de asepsia totales.

3.1.3. PROTOCOLO DE LABORATORIO

3.1.3.1. Recuento de células.

3.1.3.2. Cultivo.

3.1.3.2.1. Centrifugar.

3.1.3.2.2. Sembrar sedimento en diversos medios

3.1.3.2.3. Incubar.

3.1.3.2.4. Observación y tinción.

3.1.3.2.5. Pruebas adicionales según crecimiento medio

3.1.4. POSIBLES MICROORGANISMOS

3.1.4.1. Eschericia coli

3.1.4.1.1. EDAD

3.1.4.2. Streptococcus agalactiae

3.1.4.2.1. EDAD

3.1.4.3. Listeria monocytogenes

3.1.4.3.1. EDAD

3.1.4.4. Haemophilus influenzae

3.1.4.4.1. EDAD

3.1.4.5. Streptococcus pneumoniae

3.1.4.5.1. EDAD

3.1.4.6. Neisseria meningiditis (meningococo)

3.1.4.6.1. EDAD

3.1.4.7. Bacilos gram -

3.1.4.7.1. EDAD

3.1.4.8. Crytococcus neoformas (pacientes con SIDA)

3.1.4.8.1. EDAD

4. UROCULTIVO

4.1. RECOGIDA DE LA MUESTRA

4.1.1. Recomendaciones

4.1.1.1. - En mujeres: limpiar con una toallita los pliegues internos de los labios.

4.1.1.2. - En hombres: limpiar la cabeza del pene retrayendo el prepucio.

4.1.2. Recipiente estéril.

4.1.3. 10 ml de orina, decartándose el primer chorro.

4.2. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN DE LA MUESTRA

4.2.1. No debe de ser superior a dos horas.

4.2.2. En caso de no poder ser analizada el mismo día de la toma

4.2.2.1. Mantener a 4ºC durante 48h máximo.

4.3. PROTOCOLO DE LABORATORIO

4.3.1. Examen macroscópico

4.3.1.1. Olor.

4.3.1.2. Color.

4.3.1.3. Turbidez.

4.3.2. Estudio semicuantitativo

4.3.2.1. Pasos

4.3.2.1.1. Homogeneizar la orina removiéndola y evitando la formación de espuma.

4.3.2.1.2. Sembrar 10µl de orina en superficie en medio CLED o McConkey.

4.3.2.1.3. Extender el inóculo realizando una estría vertical y más tarde estrías paralelas haciendo zig-zag por la placa.

4.3.2.1.4. Incubar durante 24h a 37ºC.

4.3.2.1.5. Observar el crecimiento de la placa siguendo unos patrones de referencia.

4.4. POSIBLES MICROORGANISMOS

4.4.1. ENTEOBACTERIAS

4.4.1.1. Eschericia coli.

4.4.1.2. Klebsiella spp.

4.4.1.3. Enterobacter spp.

4.4.1.4. Proteus spp.

4.4.1.5. Serratia spp.

4.4.2. BNNF

4.4.2.1. Pseudomonas aeruginosa.

4.4.2.2. Acinetobacter spp.

4.4.3. COCOS GRAM POSITIVO

4.4.3.1. Enterococcus spp.

4.4.3.2. Staphylococcus aureus.

4.4.3.3. Staphylococcus epidermidis.

4.4.3.4. Estreptococos agalactiae (embarazadas).

5. COPROCULTIVO

5.1. RECOGIDA DE LA MUESTRA

5.1.1. Recomendaciones

5.1.1.1. 1. Limpiar la zona perianal y de los genitales externos con agua y jabón.

5.1.1.2. 2. Orinar antes de la defecación.

5.1.1.3. 3. Volver a limpiar la zona perianal y de los genitales externos tras la micción.

5.1.1.4. 4. Defecar en un recolector de heces de plástico estéril que puede ser colocado en el bidé.

5.1.2. Frasco estéril de boca ancha con tapón de rosca.

5.1.3. Recoger aproximadamente 1g de heces (tamaño de nuez).

5.1.4. Para el estudio de parásitos en heces

5.1.4.1. Recoger 3 muestras de días alternos no consecutivos.

5.1.4.2. Recoger una pequeña cantidad de las heces recién emitidas con la cucharilla incluida en el contenedor especial e introducirla en el contenedor sin exceder el volumen de la esta.

5.1.5. Conservar en nevera máximo 24 h antes de la entrega al laboratorio.

5.2. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN DE LA MUESTRA

5.2.1. Agentes virales

5.2.1.1. Transportar a 4ºC con refrigerantes congelados.

5.2.2. Agentes bacterianos

5.2.2.1. Transportar a temperatura ambiente.

5.2.2.2. Conservar a una temperatura de 4-10ºC entre 12-24h antes de su estudio.

5.2.3. Estudios parasitoscópicos

5.2.3.1. Transportar a temperatura ambiente.

5.2.3.2. Enviar directamente al laboratorio.

5.2.3.3. Estudio microscópico

5.2.3.3.1. En fresco

5.2.3.3.2. Tinción con azul de metileno

5.2.3.3.3. Tinción de Gram

5.3. PROTOCOLO DE LABORATORIO

5.3.1. Examen directo

5.3.1.1. Estudio macroscópico

5.3.1.1.1. Aspecto.

5.3.1.1.2. Color.

5.3.1.1.3. Olor.

5.3.1.1.4. Consistencia.

5.3.1.1.5. Sangre.

5.3.1.2. Prueba de guayacol

5.3.1.2.1. Una tarjeta de ESOH (con una sustancia proveniente de una plana), detecta sangre oculta en heces.

5.3.2. Hematíes.

5.3.3. Inoculación

5.3.3.1. 1. Emulsión de 1-2g de heces en solución salina.

5.3.3.2. 2. Siembra de la muestra en los medios.

5.3.3.2.1. Caldo Selenito

5.3.3.2.2. Agar McConkey

5.3.3.2.3. Agar entérico Hektoen o XLD

5.3.3.2.4. Agar Sangre

5.3.3.2.5. Agar Christensen

5.3.3.2.6. Agar Campy

5.3.3.3. Producen gastronteritis

5.3.3.3.1. Rotavirus.

5.3.3.3.2. Staphylococcus spp.

5.3.3.3.3. Bacillus cereus.

5.4. POSIBLES MICROORGANISMOS

5.4.1. Producen enteritis

5.4.1.1. Escherichia coli.

5.4.1.2. Vibrio cholerae.

5.4.2. Producen disentería, colitis

5.4.2.1. Shigella spp.

5.4.2.2. Campylobacter spp.

5.4.2.3. Salmonella spp.

5.4.2.4. E.coli invasiva.

5.4.2.5. Plesiomonas shigelloides.

5.4.2.6. Aeromonas hydrophila.

5.4.2.7. Vibrio parahaemolyticus.

5.4.2.8. Clostridium difficile.

5.4.2.9. Entamoeba histolytica.

6. HEMOCULTIVO

6.1. RECOGIDA DE LA MUESTRA

6.1.1. Recomendaciones

6.1.1.1. En condiciones de asepsia.

6.1.1.2. Respetar el volumen recomendado

6.1.1.2.1. Aumenta el índice de positividad entre 3-5% por ml adicional.

6.1.2. Volumen de la muestra

6.1.2.1. Neonatos - 1 año

6.1.2.1.1. 0,5 - 1 ml

6.1.2.2. 1-6 años

6.1.2.2.1. 1ml / año, dividido en dos frascos

6.1.2.3. Jóvenes

6.1.2.3.1. 10 ml divididos en dos frascos

6.1.2.4. Adultos

6.1.2.4.1. 10 ml divididos en 2 frascos.

6.1.3. Extracción de la muestra

6.1.3.1. Punción periférica venosa.

6.1.4. Recoge en frascos especializados

6.1.4.1. Tipos

6.1.4.1.1. Tapón rojo

6.1.4.1.2. Tapón azul

6.1.4.2. Contienen

6.1.4.2.1. Medios de cultivo.

6.1.4.2.2. Anticoagulante

6.1.4.3. Se mantiene una temperatura y atmósfera controlada.

6.1.4.4. Se recogen 2 o 3 tres frascos de cada tipo con un intervalo de 1h.

6.1.5. Se incuban los frascos

6.1.5.1. 7 días.

6.1.5.2. Temperatura de 35-37ºC.

6.2. TRANSPORTE Y CONSERVACIÓN DE LA MUESTRA

6.2.1. Se debe enviar de forma inmediata.

6.2.2. Sino se puede enviar , hay que conservarla a 35-37ºC

6.2.2.1. Nunca se refrigera.

6.2.3. Medio de transporte

6.2.3.1. Frascos con medio de cultivo para aerobios y anaerobios (los mismos que se utilizan en la recogida).

6.3. PROTOCOLO DE LABORATORIO

6.3.1. Examen de laboratorio

6.3.1.1. Detección visual de crecimiento microbiano

6.3.1.1.1. Dado tras 18h - 72 h.

6.3.1.2. Observar 1 vez al día durante 7 días

6.3.1.2.1. Turbidez

6.3.1.2.2. Hemólisis

6.3.1.2.3. Velo

6.3.1.2.4. Gas

6.3.1.2.5. Coágulo

6.3.1.2.6. Colonias visibles

6.3.2. Inoculación

6.3.2.1. Aspiración aséptica de 3 a 5 ml del contenido del frasco.

6.3.2.2. Introducir en tubo estéril.

6.3.2.3. Depositar una gota sobre un portaobjetos.

6.3.2.4. Realizar tinción de Gram.

6.3.2.5. Observar al microscopio

6.3.2.5.1. Determinar si son Gram + o - y el agrupamiento.

6.3.2.6. Sembrar el líquido aspirado en diversos medios de cultivo.

6.3.2.6.1. Agar sangre.

6.3.2.6.2. Agar Chocolate.

6.3.2.6.3. Agar MacConkey.

6.3.2.6.4. Agar Columbia-Colistin-Ácido nalidixico.

6.3.2.6.5. Agar Anaerobio.

6.3.2.6.6. Agar Brucella.

6.3.2.6.7. Agar Sabouraud cloranfenicol.

6.3.2.6.8. CHROMagar Candida.

6.3.3. Informe de resultados negativos

6.3.3.1. Hemolitos negativos

6.3.3.1.1. Se incubarán durante 5, 14, 21 días.

6.3.3.1.2. Si no hay crecimiento

6.4. POSIBLES MICROORGANISMOS

6.4.1. Staphylococcus aureus.

6.4.2. Escherichia coli.

6.4.3. Estafilococos coagulasa negativa.

6.4.4. Klebsiella pneumoniae.

6.4.5. Enterococcus spp.

6.4.6. Pseudomonas aeruginosa.

6.4.7. Streptococcus pneumoniae.

6.4.8. Streptococcus del grupo viridans.

6.4.9. Streptococcus pyogenes.

6.4.10. Candida albicans.