1. Métodos quantitativos
1.1. Possibilitam a contagem de ovos
1.2. Pouco utilizado por que não leva em consideração a carga parasitária
1.3. Método de Bell
1.3.1. Contagem de ovos de Schistosoma mansoni
1.4. Método de Barbosa
1.4.1. Contagem de ovos de helmintos
1.4.1.1. Ascaris lumbricoides
1.4.1.2. Strongyloides stercoralis
1.4.1.3. Enterobius vermiculares
1.4.1.4. Trichuris trichiura
1.4.1.5. Ancylostoma duodenal
1.5. Método de Stoll-Hausher
1.5.1. Contagem de ovos de Ancylostoma duodenale
1.6. Método de Kato-Katz
1.6.1. Contagem de ovos de helmintos
1.6.1.1. Ascaris lumbricoides
1.6.1.2. Strongyloides stercoralis
1.6.1.3. Enterobius vermiculares
1.6.1.4. Trichuris trichiura
1.6.2. Materiais para realização
1.6.2.1. lâminas
1.6.2.2. microscópio
1.6.2.3. palitos
1.6.2.4. papel celofane
1.6.2.5. solução verde malaquita
1.6.2.6. papel higiênico
1.6.2.7. tela metálica
1.6.3. Procedimento
1.6.3.1. colocar a amostra sob o papel higiênico
1.6.3.2. apertar a amostra contra a tela metálica de 200mm para que haja a passagem dos ovos de helmintos e estruturas menores
1.6.3.3. colocar a placa perfurada sob a lâmina
1.6.3.4. retirar a amostra que passou pela tela metálica e transferir para a placa perfurada com a ajuda de um palito
1.6.3.5. retirar a placa
1.6.3.6. cobrir a amostra com papel celofane
1.6.3.7. pingar uma gota de verde malaquita e examinar o material após 1 a 2 horas
2. Métodos qualitativos
2.1. São os mais usados
2.2. Exame direto
2.2.1. Uma pequena quantidade da amostra é colocada na lâmina e logo em seguida é colocada uma lamínula em cima
2.2.2. Pesquisa de trofozoítos, cistos, amebas e flagelados
2.2.3. coloração com lugol, para facilitar a visualização
2.3. Sedimentação espontânea
2.3.1. Método de Hoffmann, Pons e Jener
2.3.1.1. Fácil realização
2.3.1.2. baixo custo financeiro
2.3.1.3. é a técnica mais utilizada em laboratórios
2.3.1.4. Pesquisa ovos, larvas de helmintos e cistos
2.3.1.5. Materiais para a realização
2.3.1.5.1. bastão de vidro
2.3.1.5.2. cálice de sedimentação
2.3.1.5.3. becker
2.3.1.5.4. gaze cirurgica
2.3.1.5.5. lâminas
2.3.1.5.6. lamínulas
2.3.1.5.7. microscópio
2.3.1.5.8. pipetas
2.3.1.5.9. solução de lugol
2.3.1.6. Procedimento
2.3.1.6.1. Colocar uma pequena quantidade de fezes no becker e adicionar 25ml de água destilada para dissolver a amostra
2.3.1.6.2. transferir para o cálice com a gaze por cima
2.3.1.6.3. adicionar mais água destilada até que o cálice esteja quase cheio
2.3.1.6.4. deixar de repouso por cerca de 2 horas
2.3.1.6.5. após a segmentação, utilizar uma pipeta para pegar a amostra depositada no fundo do cálice
2.3.1.6.6. colocar a amostra na lâmina e adicionar lugol
2.3.1.6.7. analisar a amostra no microscópio
2.4. Sedimentação por centrifugação
2.4.1. Método de Ritchie
2.4.1.1. conservadas em formol
2.4.1.2. fácil realização
2.4.1.3. pesquisa de ovos leves e custos
2.4.1.4. materiais para a realização
2.4.1.4.1. bastão de vidro
2.4.1.4.2. becker
2.4.1.4.3. parasitofiltro
2.4.1.4.4. tudo para centrifugação
2.4.1.4.5. formol a 10%
2.4.1.4.6. éter ou acetato de etila
2.4.1.4.7. microscópio
2.4.1.4.8. lamina
2.4.1.4.9. laminulas
2.4.1.4.10. pipetas
2.4.1.4.11. solução de lugol
2.4.1.5. Procedimento
2.4.1.5.1. adicionar 10ml de formalina a 10% em uma pequena quantidade de fezes e misturar utilizando o bastão de vidro
2.4.1.5.2. encaixar o parasitofiltro no tubo da centrífuga
2.4.1.5.3. transferir o material no tubo até atingir 7ml
2.4.1.5.4. adicionar 3ml de éter, tampar e agitar durante um minuto e colocar na centrífuga durante um minuto a 2.000rpm
2.4.1.5.5. após centrifugar soltar a película de gordura e desprezar juntamente com o sobrenadante
2.4.1.5.6. transferir uma gota para a lâmina, colocar lugol e a lamínula
2.4.1.5.7. analisar no microscópio
2.4.2. Método de Blagg
2.4.2.1. conservadas em MIF
2.4.2.2. Pesquisa de custos e ovos
2.5. Flutuação espontânea
2.5.1. Método de Willis
2.5.1.1. solução saturada de cloreto de sódio
2.5.1.2. fácil realização
2.5.1.3. pesquisa de ovos leves
2.5.1.4. materiais para realização
2.5.1.4.1. tudo de ensaio
2.5.1.4.2. solução saturada de cloreto de sódio
2.5.1.4.3. microscopia
2.5.1.4.4. laminas
2.5.1.4.5. laminulas
2.5.1.4.6. recipiente para fezes
2.5.1.5. Procedimento
2.5.1.5.1. dissolver uma pequena quantidade de fezes na solução saturada de cloreto de sódio no tubo de ensaio
2.5.1.5.2. colocar a lâmina na boca do tudo e esperar de 3 a 5 minutos
2.5.1.5.3. os ovos tendem a flutuar nessas condições, sendo transferidas para a lâmina
2.6. Flutuação por centrifugação
2.6.1. Método de Faust e Cols
2.6.1.1. fácil realização
2.6.1.2. pesquisa de ovos leves e cistos
2.6.1.3. materiais para realização
2.6.1.3.1. alça de platina
2.6.1.3.2. bastão de vidro
2.6.1.3.3. becker
2.6.1.3.4. gaze cirurgica
2.6.1.3.5. lâminas
2.6.1.3.6. laminulas
2.6.1.3.7. microscópio
2.6.1.3.8. centrifuga
2.6.1.3.9. pipetas
2.6.1.3.10. solução lugol
2.6.1.3.11. solução de sulfato de zinco a 33%
2.6.2. Procedimento
2.6.2.1. diluir uma pequena quantidade de fezes em 10ml de água
2.6.2.2. filtrar o material utilizando a gaze
2.6.2.3. transferir o material para um tubo e centrifugar por 2 minutos
2.6.2.4. eliminar o sobrenadante, acrescentar água e centrifugar de novo, repetir o procedimento até que o sobrenadante fique claro
2.6.2.5. acrescentar 10ml de solução de zinco e centrifugar novamente
2.6.2.6. depositar uma gota na lâmina, aplicar o lugol e cobrir com lamínula
2.7. Hidrotopismo e termotropismo positivos
2.7.1. método de Rugai
2.7.1.1. pratico e econômico
2.7.1.2. indicado para pesquisa de larvas de Strongyloides stercoralis
2.7.1.3. material
2.7.1.3.1. cálice de sedimentação
2.7.1.3.2. agua a 45ºC
2.7.1.3.3. microscópio
2.7.1.3.4. lâmina
2.7.1.3.5. lamínula
2.7.1.3.6. solução lugol
2.7.1.4. Procedimento
2.7.1.4.1. fazer uma espécie de trouxa com a tampa e uma gaze dobrada
2.7.1.4.2. colocar, com a abertura para baixo, em um cálice de sedimentação com água aquecida, em uma quantidade que a água encoste nas fezes
2.7.1.4.3. com a pipeta, coletar o sedimento do fundo
2.8. Método de fita gomada
2.8.1. pratico e facil
2.8.2. pesquisa ovo de Enterobius vermiculares
2.8.3. Os ovos ficam depositados na região anal e perianal, e quando a fita é colocada nessa região os ovos saem junto
2.9. Identificação de proglotedes grávidas
2.9.1. método de ácido acético glacial
2.9.1.1. colocar em uma placa de petri contendo ácido acético glacial a proglotede grávida cerca de 15 a 20 minutos
2.9.1.2. depois desse período, comprimir a proglotede entre laminas
2.9.1.3. analisar com luz ou cotar
3. Parasitológico de fezes
3.1. Definição
3.1.1. Exame realizado através de diversos métodos, utilizando amostras de fezes
3.2. Objetivo
3.2.1. Verificar a presença ou ausência de parasitas nessas amostras
4. Coleta do material
4.1. Coletar em um frasco próprio, limpo e seco
4.2. A coleta pode ser em qualquer horário do dia, com pequenas excessões para exames específicos
4.3. A amostra não precisa ser refrigerada para o armazenamento, somente em caso da coleta ser feita de noite e ser necessário aguardar até a manhã seguinte para levar ao laboratório
4.4. Não contaminar o material com urina
4.5. Levar ao laboratório o mais rápido possível após a coleta
4.6. Identificar o pote com o nome do respectivo paciente para facilitar a etiquetagem no laboratório
4.7. Coletar as fezes mesmo que estejam diarreicas
5. Amostras diarreicas
5.1. Podem conter principalmente trofozoítos
5.2. Analise a fresco
5.2.1. em até 30 minutos
5.2.2. Com o objetivo de visualizar o parasito ainda vivo na amostra
5.3. Soluções conservantes
5.3.1. MIF
5.3.1.1. Solução de mertiolato/mercurocromo, iodo e formol
5.3.2. SAF
5.3.2.1. Solução de acetato de sódio, ácido acético e formol 40%
5.3.2.1.1. Para cistos e trofozoitos de amebas e Giardia duodenalis
5.3.3. Fixador de Schaudinn