1. Urocultivo
1.1. RECOGIDA DE LA MUESTRA
1.1.1. Recipiente: esteril descartando el primer chorro.
1.1.2. Volumen: 10 mL
1.1.3. Tiempo entre la toma y el analisis: menos de 2 horas. En caso de no poder ser asi, mantener a 4ºC no más de 48 horas.
1.1.4. Toma de la muestra: con una toallita limpiar los pliegues internos de los labios/la cabeza del pene retrayendo el prepucio.
1.2. PROTOCOLO DE LABORATORIO
1.2.1. Examen en fresco
1.2.1.1. Observar leucocitos, hematíes, bacterias, levaduras,...
1.2.2. Tinción de Gram
1.2.2.1. Observar morfología y pared bacteriana.
1.2.3. Examen semicuantitativo
1.2.3.1. 1. Homogeneizar la orina removiéndola evitando la formación de espuma. 2. Sembrar en superficie 10 µl de orina (asas calibradas) en medio CLED. 3. Descargar el asa dibujando un diámetro de la circunferencia de la placa y distribuir el inóculo realizando zig-zag de lado a lado de la placa y desde arriba hasta abajo. 4. Incubar durante 24 h a 37 ºC.
1.2.3.1.1. Mitad superior: 25000 UFC/mL
1.2.3.1.2. Crecimiento en toda la línea central: 50000 UFC/mL
1.2.3.1.3. Crecimiento en línea central y mitad superior: 75000 UFC/mL
1.2.3.1.4. Crecimiento general: POSITIVO (100000 UFC/mL)
1.2.3.2. Examen cualitativo
1.2.3.2.1. Sembrar una placa de Agar McConkey o Agar EMB en superficie e incubar 24 horas a 37ºC.
1.2.3.2.2. Pruebas bioquímicas
1.3. BACTERIAS FRECUENTES
1.3.1. ENTEROBACTERIAS Escherichia Coli Klebsiella Spp. Enterobacter spp. Proteus spp. Serratia spp.
1.3.2. BNNF Pseudomonas aeruginosa Acinetobacter spp.
1.3.3. COCOS GRAM + Enterococcus spp. Staphylococcus aureus S. epidermidis Estreptococos agalactiae (embarazadas)
2. Hemocultivo
2.1. RECOGIDA DE LA MUESTRA
2.1.1. Recipiente: frasco rojo (anaerobio) y frasco azul (aerobio). Contienen medio de cultivo y anticoagulante. 2 o 3 frascos de cada tipo con intervalos de 1 hora.
2.1.2. Toma de la muestra: punción periférica venosa en el antebrazo en condiciones de asepsia.
2.1.3. Volumen
2.1.3.1. Neonatos a 1 año, 0,5 a 1 ml.
2.1.3.2. Entre 1 y 6 años, 1 ml/ año divididos en 2 frascos.
2.1.3.3. Jóvenes, 10 ml. divididos en 2 frascos.
2.1.3.4. Adultos, 20-30 ml. divididos en 2 ó 3 frascos.
2.1.4. Se incuban durante 7 días, con una temperatura óptima de entre 35-37ºC
2.2. PROTOCOLO DE LABORATORIO
2.2.1. Examen directo
2.2.1.1. Una vez al día durante 7 días debemos observar la presencia de:
2.2.1.1.1. Turbidez
2.2.1.1.2. Hemólisis
2.2.1.1.3. Gas
2.2.1.1.4. Velo
2.2.1.1.5. Coágulo
2.2.1.1.6. Colonias visibles
2.2.2. Inoculación
2.2.2.1. Tinción Gram
2.2.2.1.1. Cocos Gram +
2.2.2.1.2. Cocos Gram -
2.2.2.1.3. Bacilos Gram +
2.2.2.1.4. Bacilos Gram -
2.2.2.1.5. Otros medios
2.2.2.1.6. Incubación
2.3. BACTERIAS MÁS FRECUENTES
2.3.1. Staphylococcus aureus, Escherichia coli, Estafilococos coagulasa negativa, Klebsiella pneumoniae, Enterococcus spp, Pseudomonas aeruginosa, Streptococcus pneumoniae, Streptococcus del grupo viridans, Streptococcus pyogenes, Candida albicans.
3. Exudado vaginal
3.1. RECOGIDA DE LA MUESTRA
3.1.1. Recomendaciones: - Haber finalizado la menstruación 3/4 días antes. - Abstenerse de tener relaciones sexuales en las 48h previas a la prueba. - Lavarse externamente con agua y jabón. No hacer lavados internos ni aplicarse desodorantes vaginales. - No usar tratamientos tópicos (óvulos, espermicidas…) siete días antes a la prueba. - Tomar 2 escobillones.
3.1.2. Toma de la muestra: Introducir un escobillón estéril en la vagina y recoger la muestra del saco posterior de la vagina. Introducir el escobillón en el medio de transporte.
3.1.3. Recipiente: dos escobillones en medio de transporte.
3.1.4. Mantenimiento: 4ºC o temperatura ambiente hasta 24 horas.
3.2. PROTOCOLO DE LABORATORIO
3.2.1. Examen directo
3.2.1.1. Observación en fresco
3.2.1.1.1. Observar microbiota (predominio de Lactobacillus) y células epiteliales.
3.2.1.2. Tinción Gram
3.2.1.2.1. Recuento de bacterias para vaginosis bacteriana
3.2.1.2.2. Observar microbiota (predominio de Lactobacillus) y células epiteliales.
3.2.2. Inoculación
3.2.2.1. Los medios de cultivo se incuban 18-24h, y si no se observa crecimiento de patógenos se deja incubando hasta las 48h.
3.2.2.1.1. Agar Sangre
3.2.2.1.2. Agar Chocolate
3.2.2.1.3. Agar McConkey
3.2.2.1.4. Agar Granada
3.2.2.1.5. Agar Thayer Martin
3.2.2.1.6. Medio para Gardnerella
3.2.2.1.7. Saboraeud
3.2.2.1.8. Caldo para Trichomonas
3.2.2.1.9. Agar A8
3.3. BACTERIAS FRECUENTES
3.3.1. Gardnerella vaginalis, Candida spp, Streptococcus agalactiae, Trichomonas vaginalis, Neisseria gonorrhoeae.
4. Coprocultivo
4.1. RECOGIDA DE LA MUESTRA
4.1.1. Toma de la muestra: orinar antes de defecar y limpiar bien la zona perianal y genitales externos.
4.1.2. Recipiente: frasco estéril de boca ancha con tapón de rosca.
4.1.3. Cantidad: 1 gramo.
4.1.4. Conservación: en nevera un máximo de 24 horas.
4.1.5. Estudio parasitológico: tres muestras de días alternos (no consecutivos).
4.2. PROTOCOLO DE LABORATORIO
4.2.1. Examen directo
4.2.1.1. Estudio macroscópico
4.2.1.1.1. Olor, consistencia, sangre,...
4.2.1.2. Detección de leucocitos polimorfonucleares
4.2.1.2.1. Observación en fresco
4.2.1.2.2. Tinción con azul de metileno
4.2.1.3. Leucocitos y la flora predominante (Gram negativas 50-70% del total y las bacterias Gram positivas 30-50%)
4.2.1.3.1. Tinción Gram
4.2.1.4. Sangre oculta en heces
4.2.1.4.1. Prueba del guayacol
4.2.2. Inoculación
4.2.2.1. Emulsionar 1-2 gr de heces en solución salina y sembrar en Caldo Selenito para eliminar la flora del tracto gastrointestinal.
4.2.2.1.1. Aislamiento
4.2.2.1.2. Pruebas bioquímicas
4.2.2.1.3. Enterotubo
4.3. BACTERIAS MÁS FRECUENTES
4.3.1. Gastroenteritis
4.3.1.1. Rotavirus, Staphylococcus spp., Bacillus cereus.
4.3.2. Enteritis
4.3.2.1. Escherichia coli, Vibrio cholerae.
4.3.3. Colitis
4.3.3.1. Shigella spp. Campylobacter spp. Salmonella spp. E.coli invasiva. Plesiomonas shigelloides. Aeromonas hydrophila. Vibrio parahaemolyticus. Clostridium difficile. Entamoeba histolytica.
5. Muestras respiratorias
5.1. Exudado faringeo
5.1.1. RECOGIDA DE LA MUESTRA
5.1.1.1. Toma de la muestra: Se realiza bajo visión directa y ayudándonos de un depresor lingual, tomamos la muestra haciendo rodar el hisopo sobre las criptas tonsilares y la faringe posterior.
5.1.1.1.1. Cultivo habitual
5.1.1.1.2. Sospecha de Bordetella pertussis
5.1.1.1.3. Cultivo de Neisseria gonorrhoeae
5.1.1.1.4. Cultivo de virus
5.1.1.2. Conservación
5.1.1.2.1. Bacterias/Hongos: ≤ 24h, temperatura ambiente.
5.1.1.2.2. S. pyogenes: ≤ 72h, 2-8°C.
5.1.2. PROTOCOLO DE LABORATORIO
5.1.2.1. Siembra en una placa de agar Columbia Sangre
5.1.2.1.1. S. pyogenes en Agar Sangre
5.1.2.2. Incubar durante 48 horas a 37ºC en atmósfera anaerobia.
5.1.2.3. Tinción Gram
5.1.3. BACTERIAS MÁS FRECUENTES
5.1.3.1. Estreptococo beta hemolítico Streptococcus pyógenes H. influenzae S. pneumoniae Mycobacterium catarrhalis Candida albicans Neisseria meningitidis
5.2. Exudado nasal
5.2.1. RECOGIDA DE LA MUESTRA
5.2.1.1. Recomendaciones
5.2.1.1.1. No haber recibido tratamiento antimicrobiano en las últimas 48 horas.
5.2.1.1.2. Evitar aplicar gotas y lavados nasofaríngeos antes de la toma de muestras
5.2.1.2. Toma de la muestra: introducir el hisopo al menos 1 cm en la fosa nasal, girar contra la mucosa de la superficie nasal, mantenerlo 10-15 segundos y extraer. Puede utilizarse el mismo hisopo para las dos fosas nasales.
5.2.1.3. Conservación: a temperatura ambiente recomendado 2 horas y como máximo 24 horas.
5.2.2. PROTOCOLO DE LABORATORIO
5.2.2.1. Sembrar en agar sangre y agar manitol (en superficie).
5.2.2.2. Incubar 24h a 37ºC.
5.2.3. BACTERIAS MÁS FRECUENTES
5.2.3.1. Streptococcus viridans Staphylococcus aureus Staphylococcus coagulasa negativa Corynebacterium sp
5.3. Esputo
5.3.1. RECOGIDA DE LA MUESTRA
5.3.1.1. Toma de la muestra: Lavar y enjuagar la boca y obtener el esputo tras una expectoración profunda, preferentemente matinal.
5.3.1.2. Muestra para micobacterias: recoger 3 esputos de 3 días diferentes.
5.3.1.3. Conservación: nevera hasta su entrega.
5.3.2. PROTOCOLO DE LABORATORIO
5.3.2.1. Observación macroscópica de la muestra, homogeneizar o tomar la parte más purulenta, extender la muestra de manera uniforme y depositarla en el portaobjetos. Realizar tinción de Gram/Zielh Neelsen y observar al microscopio. Sembrar en el medio correspondiente.
5.3.2.1.1. Agar Sangre
5.3.2.1.2. Agar McConkey
5.3.2.1.3. Agar Chocolate
5.3.2.1.4. Agar Manitol salado
6. Muestras de líquidos estériles
6.1. Líquido cefalorraquideo
6.1.1. RECOGIDA DE LA MUESTRA
6.1.1.1. Volumen: mayor cantidad posible
6.1.1.2. Toma de la muestra: punción percutánea lumbar entre las vértebras L3-L4 o L4-L5
6.1.1.3. Tiempo entre toma de la muestra y el análisis: rápidamente aunque se puede mantener a 4ºC.
6.1.2. PROTOCOLO DE LABORATORIO
6.1.2.1. Recuento de células
6.1.2.2. Centrifugar y sembrar
6.1.2.2.1. Agar Sangre, Chocolate y Caldo Tioglicolato.
6.1.2.3. Observación y tinción de las colonias
6.1.2.4. Pruebas adicionales al medio que se ha sembrado
6.1.3. BACTERIAS MÁS FRECUENTES
6.1.3.1. Meningitis
6.1.3.1.1. Menos de 2 meses
6.1.3.1.2. 2 meses a 10 años
6.1.3.1.3. Adultos