Muestras Biológicas

1. Urocultivo

1.1. Recogida de la muestra

1.1.1. Se descarta el primer chorro

1.1.2. Si el tiempo entre recogida y procesamiento va a ser superior a 2h refrigerar a 4ºC durante 48h máximo

1.1.3. Se recogen 10 mL en recipiente estéril

1.2. Protocolo de laboratorio

1.2.1. Estudio semicuantitativo

1.2.2. 1º Homogeneizar orina sin formar espuma

1.2.3. 2º Sembrar 10 μL en medio CLED

1.2.4. 3º Descargar el asa dibujando un diámetro de la circunferencia de la placa y distribuir el inóculo sobre la mitad superior de la placa realizando zig-zag de lado a lado de la placa y desde arriba hasta el centro de la placa. Repetir el proceso en la segunda mitad de la placa sin despegar el asa del medio.

1.2.5. 4º Incubar durante 24h a 37ºC

1.2.6. 5º Comparar con los patrones de referencia para determinar las UFC

1.2.6.1. En la mitad superior: 25 000 UFC/mL

1.2.6.1.1. RESULTADO NEGATIVO

1.2.6.2. Crecimiento general: 100 000 UFC/mL

1.2.6.2.1. RESULTADO POSITIVO

1.2.6.3. En toda la línea central: 50 000 UFC/mL

1.2.6.3.1. RESULTADO NEGATIVO

1.2.6.4. Línea central y mitad superior: 75 000 UFC/mL

1.2.6.4.1. RESULTADO NEGATIVO

1.2.6.5. 6º Sembrar Agar McConkey

1.2.6.5.1. Incubar 24h a 37ºC

1.2.6.5.2. Realizar tinción Gram y pruebas bioquímicas

1.2.6.5.3. Para embarazadas sembrar medio de Granada o Agar Sangre para Streptococcus Agalactiae

1.3. Microorganismos frecuentes

1.3.1. Enterobacterias

1.3.1.1. Escherichia Coli

1.3.1.2. Klebsiella Spp.

1.3.1.3. Enterobacter Spp.

1.3.1.4. Proteus Spp.

1.3.1.5. Serratia Spp.

1.3.2. BNNF

1.3.2.1. Pseudomonas Aeruginosa

1.3.2.2. Acinetobacter Spp.

1.3.3. Cocos Gram +

1.3.3.1. Enterococcus Spp.

1.3.3.2. Staphylococcus Aureus

1.3.3.3. Staphylococcus Epidermidis

1.3.3.4. Staphylococcus Agalactiae

1.3.3.5. Streptococcus Agalactiae

2. Muestra de líquidos estériles

2.1. Recogida de la muestra

2.1.1. LÍQUIDO CEFALORRAQUÍDEO.

2.1.1.1. Se obtiene por punción percutánea lumbar entre las vértebras L3-L4 o L4-L5.

2.1.1.1.1. Se obtiene la mayor cantidad de líquido posible y se envía al laboratorio rápidamente.

2.2. Protocolo de laboratorio

2.2.1. LÍQUIDO CEFALORRAQUÍDEO.

2.2.1.1. Una vez llega al laboratorio se realiza un estudio de recuento de células.

2.2.1.1.1. Se centrifuga y se siembra el sedimento en distintos medios, Agar sangre, agar chocolate y en caldo Tioglicolato.

2.3. Microorganismo frecuentes

2.3.1. Escherichia Coli.

2.3.2. Streptococcus agalactiae.

2.3.3. Listeria monocytogenes.

2.3.4. Hoemophilus Influenzae.

2.3.5. Streptococcus pneumoniae.

2.3.6. Neisseria meningitidis (meningococo).

2.3.7. Streptococcus pneumoniae.

2.3.8. Listeria monocytogenes.

2.3.9. Bacilos gram -.

2.3.10. Cryptococcus neoformas (pacientes con SIDA).

3. Coprocultivo

3.1. Recogida de la muestra

3.1.1. Orinar previamente para que las heces no se mezclen con la orina.

3.1.2. Limpieza perianal y genitales externos con agua y jabón.

3.1.3. Usar un recolector de heces de plástico estéril que tiene una cucharilla para facilitar el depósito de la muestra.

3.1.4. Recoger una cantidad de 1 g de heces (tamaño de una nuez), en un frasco estéril de boca ancha y tapón de rosca.

3.1.5. Conservar máximo 24 horas en nevera antes de llevarlo al laboratorio.

3.1.6. Para el estudio parasitológico.

3.1.7. Agentes virales: transportar a 4ºC con refrigerantes congelados.

3.1.8. Se recogen tres muestras en días alternos.

3.1.9. Agentes bacterianos: Muestras a temperatura ambiente y conservar a una Temperatura de 4-10ºC entre 12 y 24h antes de su estudio.

3.1.10. Estudios parasitoscópicos: Muestras diarreicas enviar de inmediato a temperatura ambiente.

3.2. Protocolo de laboratorio

3.2.1. Realizar estudio macroscópico para determinar olor, sangre, etc...

3.2.2. Examen microscópico en fresco y/o tinción con azul de metileno.

3.2.3. Realizar tinción gram para leucocitos y flora predominante.

3.2.4. Prueba guayacol para observar sangre oculta en heces.

3.2.5. Emulsión de 1-2g de heces en solución salina y sembrar en los medios de cultivo (caldo selenito, agar McConkey, XLD, agar sangre, agar Christensen y agar Campy).

3.3. Microorganismos frecuentes

3.3.1. Gastroenteritis: Rotavirus, Staphylococcus spp y bacillus cereus.

3.3.2. Enteritis: Escherichia coli y vibrio cholerae.

3.3.3. Disentería: Shigella spp, Campylobacter spp, Salmonella spp, E.coli invasiva, Plesiomonas shigelloides, Aeromonas hydrophila, Vibrio parahaemolyticus, Clostridium difficile y Entamoeba histolytica.

4. Hemocultivo

4.1. Recogida de la muestra

4.1.1. En condiciones de asepsia y en frascos especiales. En los cuales se hará la recogida y la incubación:

4.1.2. ● Los frascos con tapón rojo: cultivos anaerobio. ● Los frascos con tapón azul: cultivo aerobio.

4.1.2.1. Cada frasco contiene medios de cultivo y anticoagulante.

4.1.2.1.1. El mejor anticoagulante y el que más se usa es el polianetol sulfonato de sodio (SPS).

4.1.3. La extracción de la muestra se realiza mediante punción periférica venosa en el antebrazo.

4.1.3.1. Se recogen dos o tres frascos de cada tipo en tres tomas a intervalos de 1 hora entre ellas.

4.1.3.1.1. Volumen de la muestra (Indicativo):

4.2. Protocolo de laboratorio

4.2.1. Examen directo

4.2.1.1. Se procede a la detección visual de crecimiento microbiano.Las bacterias que se detectan en este tipo de muestras revelan crecimiento tras 18-72 horas. Una vez al día durante 7 días debemos observar la presencia de: - La turbidez: grado de transparencia debido a la presencia de partículas en suspensión indicativo de crecimiento. - Hemólisis: rotura de los hematíes. - Gas:presencia de burbujas. - Velo: depósito sólido en la superficie superior - Coágulo: pequeños sólidos en suspensión. - Colonias visibles: puntiformes.

4.2.1.1.1. Los microorganismos asociados al aspecto de los cultivos:

4.2.2. Inoculación

4.2.2.1. 1. Una aspiración aséptica de 3 a 5 ml del contenido del frasco y se introduce en un tubo estéril. 2. Se deposita una gota sobre un portaobjetos. 3. Realizamos una tinción gram. 4. Observación al microscopio, determinando si son Gram + o - y el agrupamiento. 5. Por último se realiza la siembra del líquido aspirado en diferentes medios de cultivo (tabla 5).

4.2.2.1.1. Las condiciones de cultivo en cada medio son las siguientes:

4.3. Microorganismo frecuente

4.3.1. Con mayor frecuencia en la sangre son:

4.3.1.1. 1. Staphylococcus aureus 2. Escherichia coli 3. Estafilococos coagulasa negativa 4. Klebsiella pneumoniae 5. Enterococcus spp 6. Pseudomonas aeruginosa 7. Streptococcus pneumoniae 8. Streptococcus del grupo viridans 9. Streptococcus pyogenes 10. Candida albicans

5. Exudado vaginal

5.1. Recogida de la muestra

5.1.1. Lavarnos las manos y ponernos guantes.

5.1.2. Abrir el tubo con el medio de transporte.

5.1.3. Separar los labios vulvares e introducir en la vagina el escobillón, frotando suavemente las paredes de esta.

5.1.4. Retirar el escobillón de la vagina e introducirlo dentro del tubo.

5.1.5. Tomamos dos muestras una para medio de cultivo y otra para estudio microscópico.

5.1.6. Mandamos la muestra al laboratorio, el envío debe ser de inmediato.

5.1.7. Si no se puede procesar al momento se mantiene a 4ºC o a temperatura ambiente si hay sospecha de infección gonocócica.

5.1.8. Tiempo máximo de procesamiento con medio de transporte son 24 horas.

5.2. Protocolo de laboratorio

5.2.1. Realizar un frotis y una tinción Gram.

5.2.1.1. Se debe evaluar la presencia de células, levaduras y microorganismos.

5.2.1.2. Se realiza un recuento de lactobacillus, cocobacilos y bacilos curvados. Y se puntúa según la tabla de vaginosis bacteriana.

5.2.2. Se siembra la muestra en diferentes medios de cultivo.

5.2.2.1. Se incuba a 18-24h. Si no hay crecimiento se puede dejar incubando 48h.

5.2.2.2. El Agar McConkey se descarta a las 18h, el Thayer Martin y el caldo Tricomonas se incuban hasta 72h.

5.3. Microorganismo frecuentes

5.3.1. Gardnerella vaginalis.

5.3.2. Candida spp.

5.3.3. Streptococcus agalactiae (SGB).

5.3.4. Trichomonas vaginalis.

5.3.5. Neisseria gonorrhoeae.

6. Muestras Respiratorias

6.1. De vía alta respiratoria incluyen microbiota

6.1.1. Infecciones más frecuentes

6.1.2. Exudado faríngeo

6.1.3. Exudado nasal

6.2. De vía baja respiratoria no incluye microbiota pero es habitual la contaminación por la vía alta

6.2.1. Esputo

6.2.2. Aspirado bronquial y traqueal

6.2.3. Lavado boncoalveolar

6.2.4. Cepillado bronquial

6.2.5. Punción transtraqueal y biopsia

6.3. Recogida de la muestra

6.3.1. Exudado faríngeo

6.3.1.1. Rodar el hisopo sobre las criptas tonsilares y la faringe posterior, tocando en todas las zonas con exudado, membranas o inflamación.

6.3.1.2. Se debe evitar tocar la mucosa oral, lengua o úvula para evitar la contaminación de la muestra.

6.3.1.3. La técnica cambia en función de la determinación analítica:

6.3.1.3.1. Cultivo habitual: Introducir el hisopo en el tubo con medio de transporte bacteriano.

6.3.1.3.2. Sospecha de Bordetella pertussis: Muestra de la pared posterior de la faringe y enviarla en medio de transporte bacteriano.

6.3.1.3.3. Cultivo de Neisseria gonorrhoeae: Depositar la muestra en Gonoline-Duo con dos comprimidos de CO2.

6.3.1.3.4. Cultivo de virus: Se introduce el hisopo en el medio de transporte viral.

6.3.1.3.5. Para la conservación de las muestras en bacterias y hongos menos de 24h a temp. hambiente. Para S. pyogenes menos de 72h entre 2 y 8ºC.

6.3.2. Exudado nasal

6.3.2.1. 1º Introducir el hisopo al menos 1 cm en la fosa nasal.

6.3.2.2. 2º Girar suavemente contra la mucosa de la superficie nasal.

6.3.2.3. 3º Mantenerlo 10-15 seg. y extraer.

6.3.2.4. 4º Introducir en el tubo con el medio de trasporte.

6.3.3. Esputo

6.3.3.1. 1º Lavar y enjuagar la boca.

6.3.3.2. 2º Realizar espectoración (preferentemente matinal) profunda obteniendo el esputo.

6.3.3.3. 3º Recoger la mayor cantidad posible en el frasco.

6.3.3.4. 4º Cerrar herméticamente el envase e identificar con nombre, apellidos, fecha y hora de recogida.

6.3.3.5. 5º Conservar refrigerado hasta su análisis.

6.4. Protocolo de laboratorio

6.4.1. Exudado faríngeo

6.4.1.1. 1º Sembrar en placa de Agar Columbia

6.4.1.2. 2º Incubar 48h a 37ºC en anaerobiosis

6.4.1.3. 3º Realizar Gram y observación al microscopio.

6.4.2. Por infección de Haemophilus influenzae se realiza siembra de Agar Martin-Lewis

6.4.3. Exudado nasal

6.4.3.1. Cultivo en Agar Sangre y Manitol.

6.4.3.2. Siembra en superficie.

6.4.3.3. Incubar 24h a 37ºC.

6.4.4. Esputo

6.4.4.1. 1º Observación macroscópica de la muestra

6.4.4.2. 2º Homogeneizar o tomar la parte más purulenta

6.4.4.3. 3º Extender la muestra depositándola en un portaobjetos

6.4.4.4. 4º Realizar tinción Gram/Zielh Neelsen.

6.4.4.5. 5º Observar al microscopio.

6.4.4.6. 6º sembrar en el medio correspondiente.

6.4.4.6.1. Agar Sangre

6.4.4.6.2. Agar Chocolate

6.4.4.6.3. Agar McConkey

6.4.4.6.4. Agar Manitol salado

6.5. Microorganismo frecuentes

6.5.1. Exudado Faríngeo

6.5.1.1. Estreptococo beta hemolítico

6.5.1.2. Steptococcus pyógenes

6.5.1.3. H. Influenzae

6.5.1.4. S. pneumoniae

6.5.1.5. Mycobacterium Catarrhalis

6.5.1.6. Cándida Albicans

6.5.1.7. Neisseria Meningitidis

6.5.2. Exudado nasal

6.5.2.1. Streptococcus Viridans

6.5.2.2. Staphylococcus Aureus

6.5.2.2.1. 30% de la población es portadora por lo que no tiene significado clínico.

6.5.2.3. Staphylococcus Coagulasa negativa

6.5.2.4. Corynebacerium Spp

6.5.3. Esputo

6.5.3.1. Estreptococcus Pneuminioe

6.5.3.2. Hamophius Influenzeo

6.5.3.3. Morazella Catarrhalis

6.5.3.4. Enterobacterias

6.5.3.5. Bacilos Gram -

6.5.3.6. Bacilos Gram - no fermentadores

6.5.3.7. Staphylococcus Aureus